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『』缺氧缺血性脑损伤动物模型

缺氧缺血性脑损伤是新生儿期脑损伤中常见疾病 ， 如果不经过积极正确的治疗 ， 患儿的病死率高 ， 存活者常遗留下或轻或重的神经系统后遗症 。目前常用的动物模型多以经典的Rice法制作 ， 主要使用动物为新生动物 。
『』缺氧缺血性脑损伤动物模型
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1 新生大鼠缺氧缺血性脑损伤模型(Model of hypoxic-ischemic brain damage in the neonatal rats)
(1)复制方法 7日龄SD大鼠 ， 雌雄不限 ， 体重>12g 。吸入乙醚麻醉 ， 仰卧位 ， 颈部皮肤消毒 ， 行颈部正中切口 ， 分离出左颈总动脉并用7-0灭菌丝线双线结扎 ， 并于颈部创面点滴2～3滴2.50×10000U/kg体重的庆大霉素 ， 缝合伤口并再次消毒皮肤 。休息30min～2h后 ， 将大鼠置于有机玻璃低氧舱内(30cm×40cm×50cm有机玻璃舱 ， 两侧各有一1cm×1cm的小孔与外界相通 ， 一侧通氮氧混合气 ， 另一侧与测氧仪相通 。底层铺有钠石灰以吸收CO2及湿气) ， 输入氧、氮混合气体(氧：8％ ， 氮：92％) 。舱内温度控制在(36±1)℃ ， 湿度为(70±5)％ ， 缺氧时间持续2h 。实验结束后将大鼠放回鼠笼由母鼠行母乳喂养 。假手术组分离左颈总动脉后直接缝合皮肤 ， 不予结扎及入低氧舱 。
【『』缺氧缺血性脑损伤动物模型】(2)检测指标
1)行为学检查 分别于麻醉前、模型制作结束后0、1、2、3及7d观察每只大鼠的行为能力 ， 包括：翻身能力、平衡能力及夹尾尖叫能力 ， 有无自发或夹尾左旋、抽搐等 。
2)体重及左右脑重比测定 术后每天上午定时测量每只大鼠体重 ， 观察其体重增长情况 ， 至处死时计算7d内体重增长率 。实验动物在相应时间断头处死 ， 迅速取出大脑 ， 用滤纸轻吸大脑表面的液体和血迹后 ， 去除小脑 ， 沿大脑纵裂切开左、右大脑半球 ， 分别称取湿重 。并计算左、右脑重的比值 。
3)病理学检查 大鼠观察至规定时间 ， 行乙醚麻醉 ， 打开胸腔 ， 用20ml注射器接穿刺针小心插入左心室 ， 注入灭菌生理盐水 ， 同时剪断颈外静脉直至流出的液体变清为止 ， 再注入4％多聚甲醛/0.1mol/L PBS的固定液20～30ml 。然后断头取脑 ， 并立即将之保存于上述固定液中 ， 固定72h左右 。将固定后的鼠脑以视交叉和乳头体中部为切面行冠状切片 ， 常规脱水及石蜡包埋 ， 切片厚度为3～5μm ， 常规 HE染色 ， 光镜下观察 。也可进行免疫组化染色进行相应检测 。
(3)模型特点
1)体重增长情况 模型组体重增长明显缓慢 ， 约为假手术组的70％ 。
2)行为观察 模型组动物均发生程度不同的异常改变 ， 表现为入低氧舱后5～10min出现躁动不安、翻滚 ， 随后逐渐出现肌肉颤动、头颤、翻身不能、自发或夹尾左旋、甚至抽搐等 ， 与意识障碍交替出现 ， 严重者于低氧舱内或出舱后3d内死亡 ， 死亡率为15％～20％ 。行为障碍一般在缺氧缺血后3h完全消失 ， 自发或夹尾左旋行为可持续约1d以上 。
3)左/右脑重比值 模型组此比值约为假手术组的65％左右 。
4)病理学变化 肉眼观察 ， 7d后可见模型组左脑萎缩、软化、液化 ， 少数动物(15％)可形成空洞脑(洞壁光滑 ， 其内充满液体 ， 洞腔内无胶质充填 ， 可遗留少许脑干) 。镜下观可见造模7d的鼠脑左侧大脑半球神经元大量丢失、死亡 ， 神经胶质细胞增生 ， 呈网状及索条状 ， 海马区细胞排列紊乱 ， 可见细胞丢失、死亡 。以CA1区为最明显 。
(4)比较医学 7日龄大鼠脑的发育阶段与新生儿出生时相似 ， 使用此模型对新生儿缺氧缺血性脑损伤进行研究的价值已获肯定与应用 。模型制作成功的指标有：体重增长迟缓 ， 左、右脑重比值下降 ， 行为能力障碍 ， 病变侧脑大体及显微镜下异常改变等 。此模型均出现上述变化 ， 且价格相对低廉、成功率高、重复性好、易于制作 ， 不失为一个研究缺氧缺血性脑损伤机制及治疗的良好模型 。模型制作时应特别注意环境温度 ， 温度过高易增加实验动物死亡率 ， 而低温则对脑有保护作用 。脑低温可延迟缺血区神经细胞内ATP的耗竭 ， 促进缺血后代谢功能的恢复 ， 同时影响神经递质的合成、贮存、释放与吸收 ， 从而减少脑梗死的范围 。因此 ， 结扎颈动脉加缺氧 ， 并保持缺氧环境温度在36～37℃是模型制作成功的重要因素 。


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